蛋白质相互作用分析仪—Fluidity One-M

蛋白质相互作用分析仪—Fluidity One-M

微流体扩散测量系统

 

Fluidity One-M 是一款用于分析蛋白质相互作用的高效仪器，它采用微流体扩散测量技术（Microfluidic Diffusional Sizing, MDS），可在溶液中一次性测量分子大小、结合亲和力（KD）、浓度和化学计量比。

 

产品特点：

多参数测量：Fluidity One-M 可以同时测量蛋白质的亲和力、大小、浓度和化学计量比，为研究者提供全面的蛋白质相互作用数据。

广泛的样品兼容性：可分析不同缓冲系统中的样品，包括细胞裂解液、血清和唾液等多种生理相关条件下的样本。

快速高效：仅需25分钟即可测定24个数据点的KD值，样品消耗量少，每个数据点仅需4 µL，总共50-80 µL即可完成一次KD测定。

微流体扩散测量（MDS）：利用荧光标记的蛋白质在微流体扩散室中的扩散行为来测定分子的大小。当标记的蛋白与结合伙伴相互作用时，测定到的复合物大小会随之变化，从而进行相互作用分析。

 

应用领域：

基础研究与药物开发：用于研究复杂靶标（如膜蛋白、多蛋白复合物或本质无序蛋白质）的相互作用，甚至可以直接分析粗细胞裂解液、未稀释血清或血浆中的样本。

药物筛选与优化：可以在无需纯化的情况下，验证和表征不同靶点的相互作用，并深入了解药物作用机制。

过程开发与质量控制：在药物开发过程中，帮助跟踪蛋白质在优化、纯化和制剂开发中的活性变化，并监测蛋白质的粘度和聚集状态。

转化和临床研究：帮助测量血清中抗体的浓度和亲和力，并进行药代动力学和血清稳定性研究。

 

技术优势：

无标记直接测量：无需预先校准或生物物理学知识，即可直接测量蛋白质的大小变化，提供定量且易于解释的数据。

高灵敏度与特异性：利用荧光检测技术，可在天然环境（如血清和细胞裂解液）中对蛋白质相互作用进行高特异性分析。

无维护设计：仪器采用流体无损设计，操作简单，且触屏控制方便，无需频繁维护。

云端分析：Fluidity Insight 提供云端实验优化、先进算法分析和跨实验数据集的分析与可视化，帮助研究者更好地理解数据。

 

技术规格：

测量范围：分子水动力半径（Rh）为1 – 20 nm，分子量范围为1.4 kDa – 14 MDa。

灵敏度：对于标记的HSA在PBS中的浓度范围，Alexa Fluor 488为1 nM – 3 μM，Alexa Fluor 647为100 pM – 3 μM。

兼容性：兼容多种缓冲液和生物缓冲系统，包括TRIS、HEPES、PBS、NaCl、KCl、TWEEN、DMSO和DMF等。

 

Fluidity One-M 让蛋白质相互作用的分析变得简单高效，为科研工作者提供了一款可靠、便捷且灵活的实验工具，可用于广泛的生物学和药物开发领域。

 

质量光度法Mass photometry技术的特点：

 

      ★  准确测量蛋白分子在溶液中的真实、天然行为；
      ★  适用于在各种缓冲液中，与膜蛋白相容；
      ★  无标签标记，无需修饰样品或干扰分子表面；
      ★  可检测样本中所有亚群体的信息：单分子分析能够可靠地区分已知和未知样品成分，无需先验知识；
      ★  单分子计数：以高精度捕获高丰度和低丰度分子；
      ★  宽质量范围和高动态范围；

      ★  一种分析形式可提供多个结果；
      ★  保持同质性、结构完整性和活性；
      ★  快速、简单、最小样本量：纳摩浓度下，微升体积，几分钟内获得结果；
 

 

 

质量光度计TwoMP仪器的特点：

      ★  紧凑的台式仪器，安装要求低。测量只需要几微升的样品、和干净、高质量的盖玻片，几分钟内可获得结果；
      ★  直观高效——软件自动控制采集过程，并在几分钟内完成质量分析。您可以直观地解释质量分布结果，而无需任何先验知识；
      ★  前所未有的精确性——由于其高灵敏度，非常适合在生理（低）浓度下进行测量，而单分子计数技术固有的高动态范围确保低丰度分子仍能被准确捕获。质量光度法能轻松量化不同种类的蛋白质分子，具有高分辨率和重复性；
   

质量光度计TwoMP仪器的参数：

※ 原理：干涉光散射，无需标记

※ 质量范围：30kDa – 5MDa

※ 测量精度：±2% @ 10 nM

※ 单次测量质量误差：±5% @ 10 nM

※ 分辨率（FWHM）：25kDa @ 66kDa，60KDa @ 660 kDa

※ 浓度范围：100pM - 100nM（粒子浓度）

※ 灵敏度：< 1ng蛋白质

※ 样品体积：5 - 20 μ l

※ 帧率（标准设置）：1 kHz（原始），100 Hz（集成）

※ 视场：4 x 11µm （@ 500 Hz）至12 x 17µm（@ 135 Hz）

※ 波长：488 nm

※ 像素尺寸：12nm

 

光学方法检测大分子的分子量

※ 测量的分子量范围广泛，从 30 kDa 到5MDa

※ 蛋白质寡聚化/片段化

※ 抗原抗体反应、化学计量学参数

※ AAV等病毒载体的满载/空载比

※ DNA Ladder的分子量、多糖的分子量

 

天然状态下快速完成测量

※ 兼容各种溶液

※ 无需标记，无需固定、无需样品前处理

※ 测量过程仪器与样品完全非接触

※ 整个测量过程只需要几分钟

 

样品需求量非常少

※ 蛋白质（<1 MDa）：1 nM 至 2 μL，<1 ng

※ 病毒载体（> 1 MDa）：0.1 nM 至 2 uL

 

 应用领域：

 

      ★  样品表征 Sample characterization；

样品的纯度和稳定性是成功的生化和结构研究的关键因素。在制药生产的背景下，蛋白质的纯度是特别重要的，特别是随着蛋白质类产品如生物制剂的日益流行。

质量光度计提供了在单个分子水平上样品异质性的快速评估，使用最小的样品体积和在几分钟内。通过质量光度法获得的质量分布提供了样品中现有物种的直接信息，由于条件变化而产生的任何变化都可以用于样品优化。

 

 

 

 

      ★  蛋白质的寡聚化 Protein oligomerization；

许多生物系统的一个关键特征是蛋白质自组装成特定的四级结构，这往往决定和调节它们的功能。蛋白质低聚化的评估对于详细了解复杂的生物过程是至关重要的。在这种情况下，分子质量是一个重要的参数，因为它作为低聚化的直接度量。

质量光度计提供了高分辨率的分子质量分布与单分子灵敏度。这使得我们的技术能够有效地检测出占主要样本总数不到1%的稀有物种。

 

 

 

 

      ★  大分子组装 Macromolecular assemblies；

在分子自组装中，分子或分子的一部分在没有外部因素的情况下自发形成有序结构。大分子组合包括多种蛋白质，而且通常包含其他分子，如DNA、RNA、糖和/或脂类。大分子复合物在细胞内的组装是一个高度调控的多步骤过程。质量光度计能够高效、准确地表征这些复杂的粒子，使新型超分子结构的工程具有巨大的医学研究潜力。

 

 

 

 

      ★  生物分子间相互作用 Biomolecular interactions；

生物分子之间的相互作用在每个生物过程中起着关键作用。质量光度计非常适合于定量低浓度下的相互作用，其主要优点是检测溶液中存在的生物复合物。分子质量是反映生物分子和生物分子复合物的同质性、结构完整性和活性等多种性质的通用读数。这使得质谱光度法不仅可以用于简单的纯度测定，还可以用于活性和结合性评估，提供了独特水平的数据完整性和其他类似技术的可比性。

 

 

 

 

用户评价

质量分布是蛋白质样品相对纯度和稳定性的基本特征，可作为蛋白质纯度、复杂组装、聚集或各种缓冲液中蛋白质-蛋白质相互作用的直观读数。监测质量可以指导缓冲条件的优化，避免蛋白质聚集或促进蛋白质复合物的稳定性和组装。单分子水平上的质量测量为分子相互作用的稳态分析提供了一种直接的方法。由于其高灵敏度，质量光度计TwoMP非常适合在生理（低）浓度下进行测量，而单分子计数技术固有的高动态范围确保低丰度分子仍能被准确捕获。

英国Refeyn公司首席营销官Matthias Langhorst表示，该工具的应用范围从简单的纯度检测（质量峰的数量可显示样本中有多少种蛋白质），到更复杂的分析，例如在不同条件下分析生物分子组装行为等。

在麻省理工学院研究细胞核孔复合体的Thomas Schwartz是该装置的早期测试者，他一听说质量光度测定法就联系Kukura：“这台仪器最有价值的地方在于，我们可以观察复杂的蛋白质-大分子复合物，找出混合物中的成分，是否能检测出任何与稳定性有关的问题。”“在典型的工作流程中，这是一个非常耗时的过程。”

“这些原理并不新鲜，但这种新装置的实现非常聪明和强大，因为它可以测量一个场中的每一个粒子。非常强大，具有潜在的革命性。”

 

发表的文献举例

 

The structural mechanism of dimeric DONSON in replicative helicase activation

Cvetkovic, M.A., Passaretti, P., Butryn, A., Reynolds-Winczura, A., Kingsley, G., Skagia, A., Fernandez-Cuesta, C., Poovathumkadavil, D., George, R., Chauhan, A.S., Jhujh, S.S., Stewart, G.S., Gambus, A., Costa, A.

Molecular Cell (2023)

 

Development of a 1:1-binding biparatopic anti-TNFR2 antagonist by reducing signaling activity through epitope selection

Akiba, H., Fujita, J., Ise, T., Nishiyama, K., Miyata, T., Kato, T., Namba, K., Ohno, H., Kamada, H., Nagata, S., & Tsumoto, K.

Communications Biology (2023)

 

The structural mechanism of dimeric DONSON in replicative helicase activation

Cvetkovic, M.A., Passaretti, P., Butryn, A., Reynolds-Winczura, A., Kingsley, G., Skagia, A., Fernandez-Cuesta, C., Poovathumkadavil, D., George, R., Chauhan, A.S., Jhujh, S.S., Stewart, G.S., Gambus, A., Costa, A.

Molecular Cell (2023)

 

Antagonistic roles of canonical and Alternative-RPA in disease-associated tandem CAG repeat instability

Gall-Duncan, T., Luo, J., Jurkovic, C., Fischer, L.A., Fujita, K., Deshmukh, A.L., Harding, R.J., Tran, S., Mehkary, M., Li, V., Leib, D.E., Chen, R., Tanaka, H., Mason, A.G., Lévesque, D., Khan, M., Razzaghi, M., Prasolava, T., Lanni, S., Sato, N., Pearson, C.E.

Cell (2023)

 

Structural insights into the complex of oncogenic KRas4BG12V and Rgl2, a RalA/B activator

Tariq, M., Ikeya, T., Togashi, N., Fairall, L., Kamei, S., Mayooramurugan, S., Abbott, L.R., Hasan, A., Bueno-Alejo, C., Sukegawa, S., Romartinez-Alonso, B., Muro Campillo, M.A., Hudson, A.J., Ito, Y., Schwabe, J.W.R., Dominguez, C., Tanaka, K.

Life Science Alliance (2023)

 

A morpheein equilibrium regulates catalysis in phosphoserine phosphatase SerB2 from Mycobacterium tuberculosis

Pierson, E., De Pol, F., Fillet, M., & Wouters, J.

Communications Biology (2023)

 

Elucidation of structure–function relationships in Methanocaldococcus jannaschii RNase P, a multi-subunit catalytic ribonucleoprotein.

Phan, H., Norris, A.S., Du C., et al.  

Nucleic Acids Research (2022) 
 

Colocalized targeting of TGF-β and PD-L1 by bintrafusp alfa elicits distinct antitumor responses. 

Lan, Y., Yeung, T., Huang, H., et al.  

Journal for ImmunoTherapy of Cancer (2022) 
 

Shelterin is a dimeric complex with extensive structural heterogeneity. 

Zinder, J. C., Olinares P.D.B.,  Svetlov V., Bush, M. W., et al.  

Proceedings of the National Academy of Sciences, Volume 119, Issue 31, e2201662119 (2022) 
 

Diadenosine tetraphosphate regulates biosynthesis of GTP in Bacillus subtilis. 

Giammarinaro, P.I., Young, M.K.M., Steinchen, W. et al. 

Nat Microbiol (2022)
 

A haem-sequestering plant peptide promotes iron uptake in symbiotic bacteria.

Sankari, S., Babu, V.M.P., Bian, K. et al. 

Nat Microbiol (2022)
 

Small-molecule screening of ribonuclease L binders for RNA degradation.

Borgelt, L., Haacke, N., Lampe, P., et al. 

Biomedicine & Pharmacotherapy, Volume 154, 113589, ISSN 0753-3322, (2022)
 

Structural basis for shape-selective recognition and aminoacylation of a D-armless human mitochondrial tRNA.

Kuhle, B., Hirschi, M., Doerfel, L.K. et al. 

Nat Commun 13, 5100 (2022)
 

Structure of a nucleosome-bound MuvB transcription factor complex reveals DNA remodelling. 

Koliopoulos, M.G., Muhammad, R., Roumeliotis, T.I. et al. 

Nat Commun 13, 5075 (2022)
 

Direct observation of the molecular mechanism underlying protein polymerization. 

Hundt N, Cole D, Hantke MF, Miller JJ, Struwe WB, Kukura P. 

Sci Adv. 2022 Sep 2;8(35): eabm7935, (2022)

 

Elucidation of structure–function relationships in Methanocaldococcus jannaschii RNase P, a multi-subunit catalytic ribonucleoprotein.

Phan, H., Norris, A.S., Du C., et al.  

Nucleic Acids Research (2022) 
 

Colocalized targeting of TGF-β and PD-L1 by bintrafusp alfa elicits distinct antitumor responses. 

Lan, Y., Yeung, T., Huang, H., et al.  

Journal for ImmunoTherapy of Cancer (2022) 
 

Shelterin is a dimeric complex with extensive structural heterogeneity. 

Zinder, J. C., Olinares P.D.B.,  Svetlov V., Bush, M. W., et al.  

Proceedings of the National Academy of Sciences, Volume 119, Issue 31, e2201662119 (2022) 
 

Diadenosine tetraphosphate regulates biosynthesis of GTP in Bacillus subtilis. 

Giammarinaro, P.I., Young, M.K.M., Steinchen, W. et al. 

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Borgelt, L., Haacke, N., Lampe, P., et al. 

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Structural basis for shape-selective recognition and aminoacylation of a D-armless human mitochondrial tRNA.

Kuhle, B., Hirschi, M., Doerfel, L.K. et al. 

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Koliopoulos, M.G., Muhammad, R., Roumeliotis, T.I. et al. 

Nat Commun 13, 5075 (2022)
 

Direct observation of the molecular mechanism underlying protein polymerization. 

Hundt N, Cole D, Hantke MF, Miller JJ, Struwe WB, Kukura P. 

Sci Adv. 2022 Sep 2;8(35): eabm7935, (2022)

 

 

 

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